目的：脂质体前体的制备解决了脂质体分散系的物理不稳定性：如药物的渗漏、粒子的聚集以及磷脂在液态下的氧化、水解，为脂质体在临床上的应用提供了一个行之有效的方法，它使脂质体以固态形式贮存，只是在临用前加入分散介质即可再分散形成脂质体。方法：对近年来国内外脂质体前体的研究情况做文献检索，介绍了各种制备方法及影响新脂质体粒径和药物包裹率的因素。结果：通过适当的方法及选择合适的支持剂，可以制备出稳定性好、包裹率高的脂质体前体。结论：对脂质体前体的进一步研究有一定的意义。
近年来，脂质体做为药物载体已被广泛研究，一部分工作已达到了临床应用阶段［1］。脂质体能够适用临床，必须达到如下要求：具有较高的包裹率；完全除去所含有机溶剂；能够经受灭菌；制备方法适合工业生产。目前，脂质体的制备方法主要有醚注入法、逆向蒸发法、薄膜法等［2］，研究者们对这些方法都进行了各方面的研究，但是脂质体在溶液状态下仍存在着一些问题，脂质体分散系的不稳定性：如药物的渗漏、粒子的聚集以及磷脂在液态下的氧化、水解，这就影响了脂质体在临床上的应用。为了保证脂质体在长期贮存中的稳定性，药学工作者们一直都在寻找着解决的方法，其中脂质体前体的制备提供了一个行之有效的方法，它使脂质体以固态形式贮存，只是在临用前加入分散介质即可再分散形成脂质体，这种方法不但解决了上述存在的问题，而且便于运输使用，也适用于工业生产。
关于脂质体前体与前体脂质体，我们认为是两个不同的概念。脂质体前体是指将脂质体分散系经喷干、冻干后，使用前加入溶剂可再分散成脂质体；而前体脂质体是指脂质体膜材经过一定的修饰，膜材接上高分子或氨基酸等可在体内降解的前体，可以分散状态存在，也可以固态存在，二者不可统一而论，我们仅对前一种研究情况综述。脂质体前体的制备方法很多，一种简单方法是将磷脂和脂溶性药物溶于有机溶剂中，加入一种水溶性载体（支持剂），然后在真空下抽干形成流动性较好的粉末，它容易水化再分散形成脂质体，而且具有较高的包裹率。PayneNI等人［3］制备了脂溶性药物两性霉素B脂质体前体，并对其稳定性及再分散后脂质体粒子大小的影响因素进行了考察，指出脂质体前体的粒径及水化温度（假定此温度高于所用磷脂的相转化温度）对再分散后新脂质体粒径几乎没有影响。两性霉素B脂质体前体在20℃下放置9个月再分散后粒径没有变化，放置6个月后药物的包裹率也未下降。显微照相表明，水化从脂质表面开始，支持剂和脂质完全溶解后才从中心形成脂质体。国内王俊平等人用此方法，以葡萄糖为载体制备了阿霉素脂质体前体，再分散后脂质体平均粒径为1.5μm。这种方法将脂溶性药物及磷脂包衣于一种流动性好的载体上而制成脂质体前体，方法简单，但所用有机溶剂量较大。
杨志军等人［4］采用喷雾干燥方法制备了黄芩脂质体前体，并从几个方面探讨了影响黄芩脂质体再分散粒子大小的因素。分别以山梨醇、葡萄糖、蔗糖、乳糖等非挥发性、高沸点的物质作为流动床内循环流动的芯料，减低了在喷雾过程中原脂质体相互碰撞的机会，从而在一定程度上抑制了脂质体粒径的增大。但各种糖对再分散后的新脂质体粒径的影响没有差别。另外，水化时的溶媒和所包裹药物的不同也是影响脂质体粒子大小的因素。溶媒的pH值、离子强度（不同浓度NaCI溶液）对新脂质体粒径影响甚微，但是人工肠液、KH2PO4溶液对空白脂质体虽无影响，却使包有黄芩的脂质体粒径大大增加，说明黄芩中的黄酮与磷脂的氢键被溶媒所破坏，所以粒径增大。陈骐等以5-Fu为药物，考察了喷干法制备脂质体前体的处方工艺，用丙乙醛监测法、酸度法考察了脂质体膜材在喷干过程中的稳定性。实验证明用简单振摇的方法即可水合再分散形成脂质体，在通常范围内，振摇时间及温度对新脂质体的粒径无显著影响。制备脂质体所用磷脂可以经受喷干的瞬间高温，未有氧化水解等破坏，稳定性较好。
以上所介绍的两种方法都有一定的局限性，前者不适合于工业生产，后者对热不稳定性药物不适用，这样冷冻干燥法则提供了一种可行的方法，国内外对此法研究较多，主要集中在如何选择一个合适的支持剂，防止药物在冷冻干燥过程中药物的渗漏及粒子间的相互聚集［5～8］。虽然许多支持剂如糖类、蛋白质类、氨基酸类等都显示出对脂质体的冻干过程中具有一定的保护作用，但发现多糖类及多元醇类效果优于其他类支持剂，其中海藻糖、山梨醇是公认最有效的［9］，并对他们的作用机理进行了研究［10～12］。脂质体在冷冻干燥后以凝胶态存在，当其水合时必然有一个从凝胶态向液晶态转变的过程，脂质体在液晶态下，脂质双分子层膜的流动性增加，通透性也增加，因此在水合过程中，脂质体内所包裹的药物就会渗漏出来，而当加入海藻糖等支持剂后［13］，通过DSC分析，相转化温度Tm大大降低，使原来处于凝胶态的冻干脂质体仍处于液晶态，因此在水合过程中没有引起相变，只要原脂质体稳定，再分散后内部药物的渗漏就会减少甚至不渗漏。Tm的降低是由于海藻糖与磷脂的末端基团形成氢键，从而使分子间范德华力降低造成的［11］。分别以葡萄糖、蔗糖、乳糖、海藻糖为支持剂，测定冷冻干燥后药物的包裹率，发现蔗糖和海藻糖更能有效地防止药物的渗漏。选择一种合适的支持剂是制备冻干脂质体前体的关键因素，但其他影响因素也不容忽视［14］。如原脂质体的粒子大小、带电情况、支持剂与磷脂的干重比等。一般原脂质体的粒径在100μm左右是最佳条件，可以使药物在冻干过程中不发生渗漏，粒子太大或太小都不稳定；原脂质体带负电稳定性稍高一些；另外，加入支持剂的总量并不是主要因素，关键是支持剂与磷脂的干重比。防止粒子间聚集一般需要支持剂与磷脂比为2∶1就可以了，而防止药物渗漏，支持剂的比例量要大得多。还有一个有趣的发现是［15］：支持剂必须在原脂质体双分子层内外都含有才能起保护作用，仅存在于外部或内部稳定性就较差，药物渗漏较多。TakashiOhsawa等人［16］采用了一种新型方法制备了蛋白类药物脂质体前体，包裹率可达50％以上。方法是：即先制备空白脂质体进行冷冻干燥，然后将药物加入到冻干空白脂质体中充分振摇即形成药物脂质体，这种方法的包裹率较高，而且没
