缺血/再灌注脑损伤与蛋白质合成抑制

　　完全或不完全脑缺血/再灌注引起永久性脑损伤，尽管对其发病机制的认识在不断深入，诸如兴奋性神经递质学说、氧自由基损伤机制及脑循环衰竭等［1］，但针对这些改变的治疗效果差，进一步深入研究脑缺血/再灌注损伤机制显得尤为重要。近年来，脑缺血/再灌注时发生的蛋白质合成抑制及其相关的脑选择性易损特点日益受到重视，针对该机制提出的治疗方法为脑复苏开辟了新的途径。

　　1　蛋白质合成抑制与选择性易损性

　　1971年Kleihues等［2］首先报道脑缺血后脑内蛋白质合成抑制现象，发现猫脑缺血30分钟再灌注4小时脑内14C标记的氨基酸合成蛋白质的能力降低了30%。进一步研究表明缺血期蛋白质合成正常，而再灌注期蛋白质合成明显受抑制，并发现5分钟以内的脑缺血即可导致再灌注期蛋白质合成障碍［13］。Araki等14C钳夹沙土鼠双侧颈总动脉的实验表明脑内各部位在缺血/再灌注的蛋白质合成抑制及恢复程度不同，缺血3分钟后在新皮层、纹状体、海马和丘脑部位发生严重的蛋白质合成障碍，并且在随后的5～24小时内恢复缓慢，海马CA1区的损伤甚至不能恢复。形态学研究表明脑再灌注期这些区域的神经元较脑内其他部位更易受缺血/再灌注损伤的打击，称之为“选择性易损神经元”［1］。因此脑神经元的选择性易损特点与再灌注期这些区域蛋白质合成障碍密切相关，尤其是c-fos和c-jun两种原癌基因的表达受抑，这两种基因的表达产物FOS和JUN结合形成活蛋白-1复合物(AP-1)，它通过与靶基因上相应的AP-1位点的特异性结合激活这些基因的转录，从而直接影响蛋白质合成，这一机制在细胞分化和增生及细胞膜损伤修复中起重要作用［5］。但脑缺血实验表明再灌注期海马CA1区神经元的c-fos基因转录和c-fos蛋白合成均较其他部位明显延迟［6］，同时某些与膜合成有关的重要应激蛋白如热休克蛋白(hsp-70)等亦显著减少［7］，因此，脑神经元的选择性易损性与这些蛋白质合成抑制的关系更为密切。在再灌注早期促进这些基因的转录和翻译可能有利于神经元的存活［8］。White等［9］认为再灌注期蛋白质合成抑制很可能是导致选择性易损性神经元死亡的中心环节，由于蛋白质合成障碍，这些神经元清除及防御氧自由基和修复膜损伤所需的蛋白水平不足，从而不能有效地抗氧自由基损伤。

　　2　蛋白质合成抑制机制

　　蛋白质合成过程复杂，其中任何一个环节受阻都将影响正常的蛋白质合成。脑缺血/再灌注期蛋白质合成抑制是三个不同过程的结果：(1)缺血期ATP、GTP等的缺乏，(2)再灌注早期蛋白质翻译启动受阻，(3)再灌注后期膜脂质过氧化损害导致核糖体功能正常发挥所需的离子环境紊乱［10］。但缺血期耗尽的ATP和GTP等在再灌注后15分钟左右即基本恢复［3］，因此缺乏高能化合物不能解释再灌注期严重而持久的蛋白质合成抑制。目前，对蛋白质合成抑制的研究主要集中于蛋白质翻译环节，认为可能与再灌注期氧自由基反应关系密切［9］。

　　DeGracia等［11］报道鼠心脏停跳20分钟和恢复再灌注2～8小时期间脑神经元核糖体外翻译蛋白功能不受抑制，但有资料表明核糖体亚单位发生解聚，提示翻译起动复合物形成受阻［12］。真核细胞内起动复合物的形成需要至少9种起动因子(eIFs)的参与，其中eIF-2与携带起动氨基酸(Met)的tRNA和GTP连接，形成三元复合物eIF-2*GTP*Met-tRNA，该复合物与游离40 s核糖体亚单位结合形成起动复合物［13］。在起动阶段，蛋白质翻译受起动因子磷酸化调控，起动过程中，GTP与GDP的转化与eIF-2有关，该转化反应被磷酸化的eIF-2竞争性抑制，从而中断起动复合物的形成［14］。Burda等［15］在鼠脑缺血后再灌注期观察到脑神经元eIF-2的磷酸化，White等［9］报告这一现象在鼠心脏停跳复苏后脑再灌注90分钟时存在，而30%的eIF-2磷酸化即可引起近100%的蛋白质合成抑制［14］，由此可见脑再灌注期蛋白合成抑制与eIF-2的磷酸化有关。eIF-2磷酸化的程度受一些高度特异性激酶的调控，这些激酶的活性证明与金属离子、多价不饱和脂肪酸和脂质过氧化物有关［14］，所以再灌注期氧自由基反应在蛋白质合成抑制中起重要作用。

　　脑再灌注蛋白质合成抑制的另一重要机制是神经元离子内稳态的失衡。在脑缺血后再灌注早期脑组织Na+、K+、Ca2+等浓度一度恢复正常，但随后可观察到再度的持续紊乱［16］，原因在于再灌注期神经元膜脂质过氧化改变了质膜的组成、流动性和完整性，神经元不能维持离子内稳态，从而影响核糖体功能发挥，导致蛋白质合成抑制。脑内选择性易损神经元膜结构更易受脂质过氧化损害［17］，可能因为其缺乏谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-PX)等而不能有效地抗自由基损害。这一现象与选择性易损神经元严重的蛋白质合成抑制及其恢复缓慢是一致的。

　　3　缺血/再灌注脑损害治疗前景

　　已有的治疗方法如钙通道阻滞剂、兴奋性氨基酸受体拮抗剂及氧自由基清除剂等药物治疗只是特异性地抑制神经元损伤，亚低温治疗也只能延缓神经元的死亡。另一治疗观点从脑灌注蛋白质合成抑制的分子生物学机制出发，利用神经元的自家调控系统以逆转该损伤机制，提高神经元的生存能力［9］。

　　蛋白质合成系统，尤其是eIF-2的磷酸化部分通过由生长因子受体激活的信号传导系统调控［9］。胰岛素为代表的一系列生长因子，包括胰岛素样生长因子(IGF-1)、神经生长因子(NGF)等能与膜上相应的蛋白受体结合以激活酪氨酸激酶，进而使“第二信使”蛋白上特异的酪氨酸磷酸化来调控蛋白质合成［18］。有资料表明胰岛素可减少eIF-2的磷酸化［19］，而且脑再灌注期应用胰岛素等生长因子能改善神经元的存活［20］。由此可见通过神经元的自家调节系统促使神经元的存活是可能的，值得进一步严格的临床试验证实。关于其机制，推测激活的酪氨酸激酶所介导的效应包括：(1)促进新脂质合成，(2)使eIF-2去磷化以增加蛋白质合成，(3)上调c-fos、c-jun和应激蛋白基因的转录和翻译等。

　　作者单位:许永华　景炳文　中国人民解放军急救医学中心，上海长征医院急救科，上海　200003)

　　参考文献

　　［1］Siesjo BK.Mechanisms of ischemic brain damage.Crit Care Med,1988,16:954-963.

　　［2］Kleihues P,Hossmann KA.Protein synthesis in the cat brain after prolonged cerebral ischemia.Brain Res,1971,35:409-481.

　　［3］Nowak TS,Fried RL,Lust D,et al.Changes in brain energy metabolism and protein synthesis following transient bilateral ischemia in the gerbil.J Neurochem,1985,44:487-494.

　　［4］Araki T,Kato H,Inore T,et al.Regional impairmint of protein synthesis following brief cerebral ischemia in the gerbil.Acta Neuropathol,1990,79:501-505.

　　［5］Angel P,Karin M.The role of Jun,Fos and the AP-1 complex in cell proliferation and transformation.Biochim Biochim Biophys Acta,1991,1072:129-157.

　　［6］Uemura Y,Kowall NW,Beal MF.Global ischemia induces NMDA receptor-mediated c-fos expression in neurons,resistant to injury in gerbil hippocampus.Brain Res,1991,542:343-347.

　　［7］Gonzalez MF,Lowenstein FD,Fernyak S,et al.Induction of heat shock protein 72-like immunoreactivity in the hippocampal formation following transient global ischemia.Brain Res Bull,1991,26:241-250.

　　［8］White BC,Grossman LI,Krausde GS.Membrane damage and repair in brain injury by ischemic and reperfusion.Neurology,1993,43:1656-1665.

　　［9］White BC,Grossman LI,O Neil BJ,et al.Global brain ischemia and reperfusion.Ann Emerg Med,1996,27:588-756.

　　［10］Krause GS,Tiffany BR.Suppression of protein synthesis in the reperfused brain. Stroke,1993,24:747-756.

　　［11］DeGracia DJ,O Neil BJ,Fuisch C,et al.Studies of the protein synthesis system in the brain cortex during global ischemia and reperfusion.Resuscitation,1993,26:161-170.

　　［12］Dienel G，Kiessling M,Jacewicz M,et al.Synthesis of heat shock proteins in rat brain cortex after transient ischemia.J Cereb Blood Flow Metab,1986,6:505-510.

　　［13］Merrick WC.Mechanism and regulation of eukaryotic protein synthesis.Microbiol Rev,1992,56:291-315.

　　［14］Hershey JWB.Overview:phosphorylation and translation control.Enzyme,1990,44:7-16.

　　［15］Burda J,Martiin ME,Gacia A,et al.Phosphorylation of the a subunit of initiation factor-2 correlates with the inhibition of translation following transient cerebral ischamia in the rat.Biochem J,1994,302:335-338.

　　［16］Hoehner TJ,Garritano AM,DiLorenzo RA,et al.Brain cortex tissue Ca,Mg,Fe,Na and K following resuscitation from a 15 minute cardiac arrest in dogs.Am J Energ Med,1987,5:19-25.

　　［17］Bromont C,Marie C,Bralet J.Increased lipid peroxidation in vulnerable brain regions after transient forebrain ischemia in rats.Stroke,1989,20:918-924.

　　［18］Pillion DJ,Kim SJ,Kim H,et al.Insulin sigmal transduction:the tole of protein phosphorylation.Am J Med,1992,303:40-52.

　　［19］Towle CA,Mankin HJ,Avurch J,et al.Insulin promoted decrease in the phosphorylation of protein synthesis initiation factor eIF-2.Biophys Res Commun,1984,121:134-140.

　　［20］Voll CL,Auer RN.Postischemic seizures and necrotizyng ischemic brain damage:neuroprotective effect of postischemic diazepam and insulin.Neurology,1991,41:423-428.