皮肤黑素细胞储库等方面的研究进展

　　黑素细胞（MC）起源于神经嵴，在胚胎发育第7周进入表皮。黑素由MC产生，通过树突输入周围的角质形成细胞（KC），形成皮肤色素并保护机体免受紫外线照射（UVR）损伤[1]。白癜风是一种病因不明的局部皮肤色素明显减退或消失的皮肤病，现已证实白癜风皮肤中MC明显减少甚至消失，而MC在该病的发生和色素恢复中起重要作用[2，3]。

　　一、人皮肤黑素细胞的分布和白癜风皮损区的变化

　　人皮肤MC存在于表皮、基质和毛囊外根鞘。Ronald等发现三种不同的MC亚群：①表皮内中度黑素化、多树突的MC；②毛囊内小的双极、无黑素MC；③毛囊内大的高度黑素化的MC。前两者在培养中增殖良好，而后者不增殖；其中②的分化程度较①低，成熟黑素体抗原少[4]。

　　白癜风皮损组织学的改变、主要是两个方面，先是表皮基底层MC受损，然后是毛囊中MC的排空[5，6]。白癜风皮损区黑素生成减少或停止是由于MC丢失还是MC功能障碍？长期以来一直有争议。Galadari等用电镜观察10例白癜风患者的早期（2～6月）进行性皮损和晚期（1～5年）皮损发现，前者MC异常，后者MC消失[7]。Le poole等利用抗MC的多克隆抗体和17种单克隆抗体，采用免疫组化技术，发现白癜风皮损区所有的MC表型特征均消失；但在分离表皮制备物中偶见阳性染色的细胞，并用共焦点扫描显微镜及MC 100kD的黑素小体相关蛋白单克隆抗体（NKI-beteb）免疫荧光染色，发现是变性的MC，由此认为白癜风皮损区MC明显减少或丢失[5]。

　　二、黑素细胞储库

　　因为白癜风的晚期皮损中无MC，所以其色素恢复只能由皮损以外迁移而来的MC产生。 Ortonne等发现4例白癜风患者经光化学疗法（PUVA）治疗后皮损区出现色素恢复，且首先出现在毛囊开口处。经过进一步研究发现，色素恢复斑中心的毛囊下部及边缘的表皮中存在肥大的MC。在这些区域MC的有丝分裂消失。但活性高，黑素体大于周围正常皮肤内的黑素体。据此提出毛囊中可能存在着MC储库[8]。Cui等联合应用多巴-甲苯胺蓝染色、毛囊分离多巴染色和扫描电镜，观察了23例正常人、23例白癜风和36例色素恢复的白癜风皮肤标本，发现只在正常皮肤的表皮中存在有活性的MC，一些无活性的MC位于正常毛囊的外根鞘。白癜风患者皮损表皮内有活性的MC完全丢失，而外根鞘内无活性的MC未受损，治疗刺激了此处无活性的MC分裂、增殖，并沿着外根鞘表面迁移至附近的表皮，继续放射状迁移，形成临床所见的色素恢复斑。在向表皮移动的过程中，MC从无活性状态慢慢成熟至有活性状态，为白癜风的色素恢复提供了MC的来源[6]。。由于这些无活性的MC缺乏成熟MC的表型特征，很难用实验加以区别。有酪氨酸酶活性的跨膜糖蛋白在MC发展中有很关健，可作为一种标志。Grichnik等用单或双免疫标记技术发现，上皮基底层存在跨膜糖蛋白阳性的树突状细胞，而且在毛囊漏斗部和网嵴（rete ridge）上这些细胞最多；表皮和毛囊漏斗上部的大多数跨膜糖蛋白阳性的细胞还表达酪氨酸酶相关蛋白-1（TRP-1），是分化的MC标志；毛囊深部同时表达TRP-1和跨膜糖蛋白的细胞消失；但整个表皮和毛囊跨膜糖蛋白阳性的细胞都表达凋亡抑制蛋白bcl-2。由此认为跨膜糖蛋白阳性、bcl-2阳性、TRP-1阴性的细胞是皮肤MC储库中的细胞成分[9]。Horikawa等也发现毛囊外根鞘存在多巴阴性的MC，表达前体MC抗原，但TRP-！TRP-2阴性[10]。

　　等用毛囊下1/3段自体移植治疗白癜风，7/20的毛囊周围黑素形成，也支持毛囊下1/3处存在MC储库[11]。

　　三、黑素细胞的固定与迁移

　　等利用电镜研究人MC的连接和分离机制发现，MC通过电子致密斑固定于基底层上，这种致密斑不同于KC的半桥粒。在健康人背部皮肤用1%月桂醇硫钠行斑贴试验发现，表皮MC可离开基底层，迅速移动或被输送到活的表皮更浅表的水平。刚分开时MC和基底层的接触面积减少，致密斑膨胀，已分开的MC则均失去了致密斑，因此致密斑代表了一种连接装置[12]。

　　进入白癜风皮损区的MC主要有两个来源：一是皮损边缘的MC，可向内移动2mm～3mm；另一是毛囊的MC储库[2]。如上所述，已观察到色素恢复过程中MC储库内无活性的MC向皮损区内迁移，最终形成临床所见的黑素斑点[6，8，11]。

　　四、影响黑素细胞迁移的因素

　　的移动，这种作用可被а2、а3整联蛋白（intergrin）抗体所阻断[13]。

　　一些炎症介质和细胞因子可促进MC的迁移，从而加速白癜风的色素恢复。Morelli等用金颗粒技术和72小时时缩显微电镜电影拍摄术，定量地分析培养中单个MC的移动，发现白三烯C4转化生长因子-α是体外人MC迁移的刺激因子。前者作用更明显，在72小时内持续地刺激MC的移动，而后者仅在前24小时明显刺激MC移动，以后其作用逐渐降低。实验中白三烯C4和转化生长因子-α表现出化学激活作用，MC的移动是随机的[13]。进一步的研究发现MC的有丝分裂原可诱导MC的化学激活和化学趋化性，如白三烯C4、碱性成纤维细胞生长因子（bFGF）、干细胞因子、内皮素-1等，其中100nM的内皮素-1具有最显著的化学激活作用。在后三者的包围下，MC以随机的、非线性方式移动，呈剂量相关性。而bFGF、白三烯C4、内皮素-1可刺激MC的趋化性，这种作用与其浓度梯度相关，且持续刺激后MC的敏感性降低。Horikawa认为这些因子通过诱导毛囊外根鞘的MC增殖和迁移使白癜风治疗有效[14]。以上因子均可在表皮或真皮中产生，但仅有10%～20%的白癜风患者色素可自发恢复[13，15]。有报告说过即使经过一年的PUVA治疗有良好反应，色素恢复最多也只能从皮损边缘向内或一个毛囊开口向外延伸3mm[16]。此外白癜风皮损边缘的MC经短期和长期培养，均未发现重大的结构和功能缺陷[17，18]。这些情况提示在皮损区可能存在阻碍MC粘附、移动的因素[13]。。Le Poole等发现白癜风与对照组整联蛋白的表达水平在整体上无差异，两者MC上该蛋白的表达水平和粘附能力也类似，但利用抗人腱生蛋白抗体（T2H5）免疫染色发现，白癜风皮损区基底膜和真皮乳头上的腱生蛋白（tenascin）含量明显增加，且与病程长短相关，抑制了MC粘附。这说明皮损区存在抗CM的环境。体外用正常MC做实验，观察到这种细胞外基质分子的抗粘附作用可导致白癜风的色素细胞丢失或无效增殖，而且明显抑制MC粘附于纤连蛋白（fibronectin）上。泛发性白癜风皮损区腱生蛋白增加最多。这说明腱生蛋白的产生相对较晚，可能主要影响色素恢复而非色素脱失。考虑到腿生蛋白的位置，KC是最可能的来源[20]。这一假设已得到证实[21]。

　　五、黑素细胞受表皮KC和成纤维细胞的调节

　　目前认为表皮是一个内分泌器官，许多炎症介质和细胞因子都可由表皮的KC产生[22]。表皮的KC以旁分泌方式调节MC的形态和功能[22，27]。KC都释放一些因子如前列腺素F2（PGF2）、白介素（IL）-1、白三烯B4、干细胞因子等调节MC的生长、树突形成和黑素生成[23，24]。研究发现，表皮MC的位置和分化受KC影响，无KC时培养中的MC不活跃，只有与KC发生联系时，才变成树突状[25]。Abdel-Naser发现，生长在低钙环境中的KC可释放刺激MC增殖和黑素合成的因子，而高钙环境中的KC释放的因子只能刺激黑素合成[26]。中波紫外线可使KC分泌内皮素-1、IL-1α增加，它们是与中波紫外线相关的MC激活过程中的主要细胞因子；用酶联免疫吸附试验（ELISA）法发现长波紫外线照射后人KC介质中IL-6、IL-8、粒/巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）明显增加，该介质可引起培养中人MC dNA合成显著增加。用抗GM-CSF抗体可抑制这种作用，说明KC分泌的GM—CSF在维持表皮MC增殖和长波紫外线引起的色素形成中起重要作用[27]。

　　人成纤维细胞产生的有丝分裂原可影响人MC生物学特征，Imokawa等发现培养4天的成纤维细胞介质可显著刺激MC dNA的合成，且取自老化皮肤的纤维细胞的这种作用高于年轻皮肤的成纤维细胞。进一步研究发现两者的介质中前者的肝细胞生长因子（HGF）、干细胞因子高于后者，且加入抗HGF或干细胞因子抗体后，MC dNA合成下降32%，说明成纤维细胞分泌的HGF和干细胞因子可刺激MC的DNA合成[28]。

　　等在体外类似皮肤模型上，研究了人成纤维细胞和KC和UVR后对MC的影响，发现单层MC经照射后出现剂量相关性的细胞损伤；而类似皮肤模型上的MC存活良好，并可见到细胞外的黑素颗粒，提示黑素体被输入周围的KC，其黑素产量持续高于培养中的同一供体的单层MC。成纤维细胞与KC都存在的模型中，MC的黑素产量最高。因此，皮肤中的成纤维细胞和KC可调节MC的功能[29]。

　　综上所述，人皮肤中存在着MC储库，在白癜风皮损局部色素恢复过程中，储库内无活性MC在特定条件下被激活，向表皮迁移，形成色素恢复斑。皮损周围正常的MC也可向皮损区迁移，使皮损面积减少。但白癜风皮损区存在抗MC粘附的环境，周围的KC和成纤维细胞分泌的一些细胞因子可促进MC的增殖、分化、黑素形成和迁移。因此，利用MC储库以及刺激MC增殖、迁移和成熟的因素来治疗白癜风是一个很好的发展方向。

　　参考文献

1. Rook A et al. Textbook of Dermatology,6th ed. Miland;Blackwell,1998;1753

2. James J et al. Dermatol Ther.1993;111:27-33

3. Gilhar A er al. J Invest Dermatol,1995;105(5):683-686

4. Ronald O et al.Pigment Cell Res .1996;9(6):304-310

5. Le Poole IC et al. J Invest Dermatol,1993;100:816-822

6. Cui J et al. Invest Dermatol, 1991;97(3):410-416

7. Galadari E et al. Int J Dermatol.1993;32(4):269-271

8. Ortonne JP et al. Br J Dermatol.1979;101(1):1-12

9. Grichnik JM et al. J Invest Dermatol,1996;106(5):967-971

10. Horikawa T et al. J Invest Dermatol,1996;106(1):28-35

11. Arrunátegui a et al. Int J Dermatol. 1994;33:484-486

12. Warfvinge K et al. Acta Derm Venereol,1990;70(3):189-193

13. Morelli JG et al. J Invest Dermatol,1992;98:290-295

14. Horikawa T et al. J Invest Deramtol,1995;104:256-259

15. Hara M et al. J Invest Dermatol,1995;104:859-867

16. Lerner AB et al.J Invest Dermatol,1987;89:219-224

17. Bessou S et al. Br J Dermatol. 1997;137:890-897

18. Hedley SJ et al. Br J Dermatol,139:965-973

19. Hara M et al.J Cell Sci,1994;107:2739-2748

20. Le Poole IC et al, Br J Dermatol,1997;137:171-178

21. Latijnhouwers M et al. J Invest Dermatol,1997;108:778-783

22. Steven T et al. J Invest Dermatol,1994;102:8-10

23. Gordon R et al. J Invest Dermatol,1989;92:565-572

24. Grabbe J et al. J Invest Dermatol.1996;107(2):219-224

25. Rook A et al. Texbook of Dermatology,6th ed.Miland:Blackwell,1998:1756-1757

26. Abdel –Naser MB.Br J Dermatol,1999;313:625-631

27. Imokawa G et al. Biochem J. 1996;313:625-631

28. Imokawa G et al. Biochem J,1998;330:1235-1239

29. Archambault M et al. J Invest Dermatol,1995;104:859-867